Charakterystyka Wirusa Zachodniego Nilu u koni

Wirus Zachodniego Nilu należy do rodziny Flaviviridae. Jest on wirusem neurotropowym, powodującym infekcje o różnej intensywności objawów. Niektóre zakażenia przebiegają z objawami nieswoistymi, jednak u części pacjentów mogą rozwinąć się objawy neurologiczne (np. zaburzenia zachowania, ataksja, porażenie kończyn, niedowłady). Śmiertelność zakażonych koni wynosi ok. 30%. Wartość ta może się nieznacznie wahać w zależności od wieku konia, statusu szczepienia czy nasilenia objawów klinicznych.

Rozprzestrzenianie się WNV w Europie – zmiany klimatu, komary, wektory

W ciągu ostatnich lat w Europie zaobserwowano wzrost liczby ognisk WNV u koni. Wirus ten, kojarzony głównie z krajami basenu Morza Śródziemnego rozprzestrzenia się także w Europie Środkowej i Wschodniej. Dzieje się tak ze względu na ocieplenie klimatu, które korzystnie wpływa na rozmnażanie komarów – głównych wektorów wirusa. Rosnące zagrożenie zakażeniem Wirusem Zachodniego Nilu powoduje, że szybka diagnostyka staje się coraz bardziej istotna nie tylko ze względu na wdrożenie odpowiedniego leczenia, ale także w kontekście prewencji oraz kontroli transmisji WNV.

Seroneutralizacja w diagnostyce WNV – złoty standard, specyficzność, bezpieczeństwo

Złotym standardem w diagnostyce Wirusa Zachodniego Nilu jest seroneutralizacja. Największą zaletą tej metody jest wysoka specyficzność pozwalająca na wykrycie przeciwciał przeciwko WNV będące wynikiem naturalnej ekspozycji na antygen. Umożliwia to eliminację wyników fałszywie dodatnich z powodu odczynów poszczepiennych. Z uwagi na konieczność prowadzenia hodowli komórkowej oraz posiadanie odpowiedniego stopnia bezpieczeństwa laboratorium (BSL-3), jest to metoda dość trudno dostępna i kosztowna. W laboratoriach komercyjnych dostępne są metody alternatywne takie jak testy ELISA oraz RT-PCR.

Test ELISA w diagnostyce WNV – przeciwciała IgM i IgG, ograniczenia

ELISA jest metodą stosunkowo tanią i łatwo dostępną. Oznacza się zarówno klasę IgG jak i IgM przeciwciał. Należy jednak pamiętać o istotnych wadach tego badania. Przeciwciała IgM mogą wiązać się niespecyficznie, np. w przypadku zakażenia innym flawiwirusem czy w przypadku niedawno przebytego szczepienia. Może również nastąpić aktywacja układu immunologicznego w odpowiedzi na inne patogeny, które reagują niespecyficznie z komponentami testu. Zastosowanie przeciwciał IgG w diagnostyce WNV jest ograniczone ze względu na bardzo długi czas utrzymywania się w organizmie, brak możliwości rozróżnienia wcześniejszego szczepienia od przebytej infekcji oraz wysokiej prewalencji w niektórych rejonach. W miejscach endemicznego występowania Wirusa Zachodniego Nilu, gdzie duża liczba koni ma kontakt z wirusem, a nie są aktualnie chore, może nastąpić nadrozpoznawalność i niepotrzebne leczenie.

 

Diagnostyka RT-PCR u koni – RNA WNV, materiały, okno detekcji

RT-PCR, podobnie jak ELISA, jest badaniem tanim i łatwo dostępnym. Pozwala na bezpośrednie wykrycie RNA WNV, co umożliwia wykrycie aktualnej infekcji. PCR można wykonać z różnych materiałów. Najczęściej wykorzystuje się krew pełną, ale należy pamiętać o krótkim oknie detekcji. U koni wiremia trwa zazwyczaj do 4 dni, jednak nasilenie objawów na tym etapie powinno wzbudzić niepokój zarówno opiekuna jak i lekarza. Dobrym materiałem do badania antemortem jest również płyn mózgowo-rdzeniowy, szczególnie w przypadku wystąpienia objawów neurologicznych, ale zasadniczą wadą tego rozwiązania jest inwazyjne pobranie.

Z kolei postmortem wirusa można wykryć w tkance mózgowej. Pojawiają się również opracowania dotyczące możliwości wykorzystania moczu, ponieważ wirus może się w nim utrzymywać dłużej niż we krwi, a pobranie materiału jest nieinwazyjne. Nie jest to jeszcze rozwiązanie szeroko stosowane. Skuteczność badania PCR zależy w dużej mierze od momentu pobrania próbki, materiału oraz jakości przechowywania i transportu. Ze względu na naturalną niestabilność RNA, badanie należy wykonać najszybciej jak to możliwe.

Podsumowanie

Diagnostyka zakażenia Wirusem Zachodniego Nilu może stanowić wyzwanie. Interpretacja wyników laboratoryjnych zawsze powinna odbywać się w kontekście obrazu klinicznego pacjenta. Indywidualne podejście do pacjenta, szeroka analiza, obszerny wywiad uwzględniający informacje o szczepieniach i podróżach, umożliwia postawienie trafnej diagnozy i wdrożenie odpowiednich działań.

Źródła

1. https://www.ecdc.europa.eu/en/publications-data/west-nile-virus-outbreaks-among-equids-and-birds-2022-transmission-season
2. Gliński Z., Kostro K. i in. Choroby zakaźne zwierząt z elementami epidemiologii i zoonoz. PWRiL 2011.
3. Niczyporuk S.J. Wirus Zachodniego Nilu w Polsce- realne zagrożenie w świetle doniesień prezentowanych na konferencji “Aktualne problemy dotyczące czynników zakaźnych przenoszonych przez krew” Państwowy Instytut Weterynaryjny w Puławach 10.03.2017 Warszawa
4. Schilling M., Dunkel B., Floyd T., Hicks D., Nunez A., Steinbach F., Folly A.J., Johnson N. Fatal West Nile Virus Infection in horse returning to United Kingdom from Spain in 2022, Emerging Infectious Diseases , vol. 30, No. 2, February 2024
5. Frątczak M., Korytar L., Ondrejkova A. Wirus Zachodniego Nilu: nowe zagrożenie dla zdrowia koni w Europie. Weterynaria w terenie 3/2021 17.11.2022r. 6. Salazar P, Traub-Dargatz JL, Morley PS, Wilmot DD, Steffen DJ, Cunningham WE, Salman MD. Outcome of equids with clinical signs of West Nile virus infection and factors associated with death. J Am Vet Med Assoc. 2004 Jul 15;225(2):267-74. doi: 10.2460/javma.2004.225.267. PMID: 15323385. 7. Porter MB, Long MT, Getman LM, Giguère S, MacKay RJ, Lester GD, Alleman AR, Wamsley HL, Franklin RP, Jacks S, Buergelt CD, Detrisac CJ. West Nile virus encephalomyelitis in horses: 46 cases (2001). J Am Vet Med Assoc. 2003 May 1;222(9):1241-7. doi: 10.2460/javma.2003.222.1241. PMID: 12725313. 8. Yeh JY, Lee JH, Park JY, Seo HJ, Moon JS, Cho IS, Kim HP, Yang YJ, Ahn KM, Kyung SG, Choi IS, Lee JB. A diagnostic algorithm to serologically differentiate West Nile virus from Japanese encephalitis virus infections and its validation in field surveillance of poultry and horses. Vector Borne Zoonotic Dis. 2012 May;12(5):372-9. doi: 10.1089/vbz.2011.0709. Epub 2012 Jan 4. PMID: 22217162; PMCID: PMC3353748. 9. Kleiboeker B., Loiacono C.M., Rottinghaus A., Pue H.L., Johnson G.C. Diagnosis of West Nile virus infection in horses. J Vet Diagn Invest 16:2-10 2004. 10. Revelen R, Bordron A, Dueymes M, Youinou P, Arvieux J. False positivity in a cyto-ELISA for anti-endothelial cell antibodies caused by heterophile antibodies to bovine serum proteins. Clin Chem. 2000 Feb;46(2):273-8. PMID: 10657385. 11. Magouras I, Schoster A, Fouché N, et al. Neurological disease suspected to be caused by tick-borne encephalitis virus infection in 6 horses in Switzerland. J Vet Intern Med. 2022; 36(6): 2254-2262. doi:10.1111/jvim.16533 12. Angenvoort J, Brault AC, Bowen RA, Groschup MH. West Nile viral infection of equids. Vet Microbiol. 2013 Nov 29;167(1-2):168-80. doi: 10.1016/j.vetmic.2013.08.013. Epub 2013 Aug 28. PMID: 24035480; PMCID: PMC4581842.